常見問題
可能原因
建議解決方案
未提出質粒或質粒得率較低
大腸杆茵老化
請塗布平板培養後
，重新挑選新茵落進行液體培養
。
質粒拷貝數低
由於使用低拷貝數載體引起的質粒DNA提取量低
，可更換具有相同功能的高拷貝數載體
。
菌體中無質粒
有些質粒本身不能在某些菌種中穩定存在
，經多次轉接後有可能造成質粒丟失
。例如
，柯斯質粒在大腸杆菌中保存不穩定
，因此不要頻繁轉接
，每次接種時應接種單菌落
。另外
，檢查篩選所用抗生素種類和工作濃度是否正確
。
堿裂解不充分
使用過多的菌體培養液，會導致菌體裂解不充分
，此時可減少菌體用量或增加溶液P1
、P2和P3的用量
。對低拷貝數質粒
，提取時可加大菌體用量並加倍使用溶液P1
、P2和P3
，可能有助於增加質粒提取量和提高質粒質量
。
溶液使用不當
溶液P2和P3在溫度較低時可能出現渾濁
，應置於37℃保溫一段時間
，直至溶液變為清亮後才能使用
。
質粒未全部溶解（尤其質粒較大時）
洗脫溶解質粒時
，可適當加溫或延長溶解時間。
洗脫液加入位置不正確
洗脫液應加在矽膠膜中心部位
，確保洗脫液能*覆蓋矽膠膜的表麵以達到zui大洗脫效率
。
洗脫液不合適
DNA隻在低鹽溶液中才能被洗脫
，如TE和水
；洗脫液pH值過低會降低洗脫效率
，應確保洗脫液pH值在7.0-8.5之間
，當用水洗脫時確保其pH值在此範圍內
；洗脫時可將洗脫緩衝液在65-70℃水浴預熱
，加入洗脫液後在室溫靜置2-5分鍾
，可提高洗脫效率
。
洗脫體積太小
洗脫液體積若小於30μl
，則不易*浸透矽膠膜
，使洗脫效率降低
；洗脫液體積若超過200μl
，則所得的DNA濃度會降低
，但DNA總量不會減少
。為了得到較高的洗脫效率可以適當增大洗脫液體積
。
洗脫時間過短
洗脫時間對回收率也會有—定影響
，洗脫時放置2分鍾可達到較好的效果
。
堿裂時間過長
加入溶液P2後裂解時間不應超過5分鍾
。
質粒純度不高
混有蛋白
菌體不要過量
。經溶液P1
、P2和P3處理並離心後溶液應為澄清的
，如果還混有微小蛋白懸浮物
，可再次離心去除
。
混有RNA
RNase A處理不*
，請減少菌體用量或加入溶液P3後室溫放置一段時間
。若溶液P1已保存6個月以上
，請在溶液P1中添加RNaseA
。
混有基因組DNA
加入溶液P2和P3後應溫和混勻
，如果劇烈振蕩
，可能把基因組DNA剪切成碎片從而混雜在質粒中
。如果加入溶液P2後過於粘稠
，無法溫和混勻
，請減少菌體用量
。細菌培養時間過長會導致細胞和DNA的降解
，培養時間不要超過16小時
。
含大量核酸酶的宿主菌
宿主菌含大量核酸酶
，在質粒提取過程中降解質粒DNA
，影響提取質粒DNA的完整性
，選用不含核酸酶的大腸杆菌宿主菌
，如DH5α和*0
。
質粒的二聚體和多聚體形式
是在質粒複製過程中形成的
，與宿主菌相關
，電泳可檢測出多條條帶
，單酶切處理後可變成單一條帶
。
乙醇殘留
漂洗液洗滌後應離心盡量去除柱中殘留液體
，並晾幹吸附柱
。如果DNA已經洗脫出來
，可以用酒精沉澱DNA並風幹
，然後再溶解
。