隨著醫學的發展 ，細胞培養技術在藥理學研究中得到廣泛應用 ，特別是藥物對機體的藥效作用 ，有否毒性作用 ，必須通過體內和體外實驗進行驗證 。體內實驗可采用動物實驗 ，體外實驗則可通過藥物對培養細胞的作用來判定 。同時體外培養技術也為深入探討藥物作用機製和有效藥物的篩選提供實驗平台。

一 、細胞選擇

    利用組織細胞做藥物檢測時 ，首先要考慮選擇什麽細胞作為實驗對象 ，細胞選擇不當 ，會影響實驗結果的可信性和參考價值 。在藥物效應不明的情況下 ，對細胞的選擇可不必十分嚴格 。如已知藥物有特殊效應或欲求得對某一類細胞產生特定作用時 ，應盡量選用相應的細胞 。進行藥物測試實驗時 ，對照細胞是實驗組合中不可少的組成部分 ，細胞種類的應用原則也是符合性越大越好 。

二 、檢測藥物

    zui適宜的藥物劑量應是 ：對正常細胞無影響或傷害zui小(能恢複) ，而殺傷效應或特異性zui大的藥物劑量 。用培養細胞作藥物測試 ，用經驗測試法是比較實用的 。即應用在一定藥量範圍內遞增藥量的測試辦法 ；確定一組藥量梯度數值 ，安排一組培養細胞 ，用多孔板培養細胞進行檢測，分別向各組培養細胞中加入不同的藥量 。作用一段時間後，用台盼藍染色法測試死活細胞比數 ，取50％死亡細胞組作為粗ID(近似值) 。為求得確切的ID ，尚需做進一步的測試直至找到合適劑量為止 ，比較快和合理的辦法是觀察藥物對細胞形態和增殖生長的影響 。

三 、測試程序中的注意事項

(一)細胞

1.實驗細胞如藥效特點不明 ，可用HeLa 、KB等通用癌細胞係 。細胞引入後 ，選生長狀態良好的原瓶細胞 。消化分離後接種人大瓶備用 ，待大瓶增長至足夠數量後 ，取l～2瓶細胞用消化製成細胞懸液 ，分成等量接種入若幹多孔板或15ml培養瓶中 。用培養瓶測試時 ，一般每一劑量組至少接種21瓶 ；分7組 ，每組3瓶細胞 。

2．對照細胞根據被測藥物性質和要求應選用與之相應的二倍體細胞做對照 ；一切培養條件均應與實驗組相一致 。僅用一種癌細胞 ，分成加藥組和不加藥組．而不用相應正常細胞作為對照組是不正確的 。

(二)加藥

1．加藥時間給藥時間可采用接種前給藥和生長中給藥兩種方法 。生長中給藥是常用的測試藥物方法 。進行生長中加藥時 ，取ID 50／10為實驗劑量 ，加藥時間宜在接種細胞後約第48小時 。

2．藥物作用持續時間 藥物在瓶皿中與細胞接觸時間不應少於8h ，一般可處理12～24h或更長 。體內用藥時 ，每批實驗過程中(一般為7d) ，讓藥物始終作用細胞 。對照組做同樣處理 ，加等量的BSS或助溶劑 。

(三)觀察

1．形態結構細胞受藥物作用後 ，形態上很易發生改變 ，如成纖維細胞突起回縮 、上皮細胞相互分離等．這些變化在一般光學顯微鏡下很易觀察到 。但這些變化不一定十分可靠 ，形態變化應主要以超微結構的改變為依據 ，觀察藥物對細胞膜 、微絨毛 、內質網 、線粒
體和染色質等微細結構有無影響 。

2．生長和增殖培養中的細胞有時可能僅有生長而無增殖 ，特別是進行分化的細胞更是如此 。因此不能單靠細胞數量作為判定細胞增殖*的標準 。其他一些現象如肌細胞的增粗 、神經細胞突起的增長等均為細胞生長的表現 。

3．細胞死亡凡能引起細胞內相互製約係統中一個或多個環節的紊亂 ，zui終導致細胞機能障礙 、進而緩解死亡的現象 ，都應視為細胞死亡的範疇 。如氰化物抑製細胞氧化磷酸化阻斷ATP供應 、幹擾蛋白質合成並抑製修複等 ，這些作用都有一個發展過程 ，zui終能導致細胞死亡 。因此確定細胞的死亡必須有一個時間範圍 。

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